Descripción y contextualización de la asignatura

En un master de investigación como es el máster en “Nutrición y salud” no se puede prescindir de un módulo que aporte conocimientos sobre las técnicas más habituales en la investigación en ciencias de la alimentación. Puesto que el máster pretende capacitar al alumnado en investigación, resulta necesario abordar el manejo de las principales técnicas de laboratorio del campo que nos ocupa.

OBJETIVOS

Conseguir que el estudiante disponga de un conocimiento básico sobre técnicas y herramientas de uso habitual en los laboratorios de investigación en Nutrición, Biología molecular y celular, así como de Análisis sensorial de alimentos.



NOTAS IMPORTANTES:

• La docencia será impartida combinando la presencialidad física y la telepresencialidad con el grupo al completo. En caso de no poder realizarse la presencialidad física, se informará al alumnado de cómo se llevará a cabo dicha docencia.

• La asistencia a las sesiones del curso es obligatoria (más del 75% de las horas) para poder superar el mismo. Únicamente se considerarán aquellas faltas debidamente justificadas.

• Si en el plazo indicado por cada profesor/a no se entregaran las actividades solicitadas, se considerará que el alumno/a no puede superar el curso (Calificación: suspenso).

Convocatoria ordinaria: orientaciones y renuncia

NOTA IMPORTANTE: SITUACION SANITARIA

Durante el curso 2020/2021, en caso de que la situación sanitaria no permita la presencialidad, se informará al alumnado con la suficiente antelación de los cambios previstos, tanto para la docencia como para los exámenes.



EVALUACIÓN CONTINUA

El proceso de evaluación se realiza de diferentes formas en función del módulo del que se trate según los siguientes criterios:

1. MÓDULOS: REACCIÓN EN CADENA DE LA POLIMERASA (PCR) Y ENSAYOS INMUNOENZIMÁTICOS

• Con los resultados obtenidos en el laboratorio, los y las estudiantes deberán preparar un informe o ficha

2. MÓDULO: TÉCNICAS DE ANÁLISIS SENSORIAL

• Trabajo en equipo

3. MÓDULOS: ENSAYOS WESTERN BLOT

• Con los resultados obtenidos en el laboratorio, los y las estudiantes deberán preparar un informe o ficha

4. MÓDULO: CROMATOGRAFÍA

• Cada alumno completará un formulario con una serie de cuestiones y problemas (trabajo personal)

5. MÓDULO: TÉCNICAS DE BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR APLICADAS AL ANÁLISIS DE INTERACCIÓN PROTÉICA

• Participación en las sesiones teóricas (15%)

• Realización de las actividades prácticas de laboratorio (25%)

• Resolución de problemas: cuantificación digital de señales de Western blot y de inmunofluorescencia para valoración de interacción proteína-proteína (60%)

Convocatoria extraordinaria: orientaciones y renuncia

Al igual que en la convocatoria ordinaria, durante el curso 2020/2021, en caso de que la situación sanitaria no permita la presencialidad, se informará al alumnado con la suficiente antelación de los cambios previstos, tanto para la docencia como para los exámenes

Temario

MÓDULO: ENSAYOS INMUNOENZIMÁTICOS (Profesora: Marian Bustamante)

ESTRUCTURA DE LAS SESIONES

• Magistral: 2,5 h

• Prácticas de laboratorio: 2,5 h

CONTENIDOS

Temario teórico

• Métodos de ensayos inmunoenzimáticos: tipos, características y aplicaciones

Temario práctico

• Aplicación de un método ELISA sandwich para la detección de gluten en alimentos

MÓDULO: REACCIÓN EN CADENA DE LA POLIMERASA (PCR) (Profesora: Itziar Txurruka Ortega)

ESTRUCTURA DE LAS SESIONES

• Magistral: 2,5 h

• Prácticas de laboratorio: 2,5 h

CONTENIDOS

Temario teórico

• Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR): definición y concepto, variantes, aplicaciones, ventajas.

• PCR a Tiempo Real: concepto, tipos de fluoróforos, cuantificación de resultados.

Temario práctico

• Cuantificación de la expresión génica (RNAm) mediante RT-PCR a Tiempo Real: definición y aplicación, procedimiento, protocolo, optimización de la reacción, cuantificación y análisis de resultados.

MÓDULO: ENSAYOS WESTERN BLOT (Profesora: Saioa Gómez)

ESTRUCTURA DE LAS SESIONES

• Magistral: 2 h

• Prácticas de laboratorio: 3 h

CONTENIDOS

Temario teórico

• La técnica de Western-blot o electrotransferencia: tipos, características y aplicaciones

Temario práctico

• Determinación de proteínas en muestras biológicas

MÓDULO: CROMATOGRAFÍA (Profesores Alfredo Fernández Quintela y Ana Isabel Nájera Ortigosa)

ESTRUCTURA DE LAS SESIONES

• Magistral: 8 h

• Prácticas de laboratorio: 7 h

CONTENIDOS

Temario teórico

• Cromatografía: conceptos y definiciones

• Técnicas cromatográficas: TLC, GC, HPLC

Docencia Práctica

• Separación de especies lipídicas por cromatografía en placa fina (TLC)

• Aplicación de la técnica de cromatografía líquida de alta eficacia a la determinación del perfil aminoacídico en alimentos.

• Análisis de triglicéridos en grasa láctea por cromatografía líquida de alta eficacia

Resultados del aprendizaje

• Capacitación para diferenciar entre los diferentes tipos de cromatografía de uso rutinario en un laboratorio.

• Capacitación para aportar información cuantitativa acerca de la composición en nutrientes de los alimentos.



MÓDULO: TÉCNICAS DE ANÁLISIS SENSORIAL (Profesor: Francisco José Pérez Elortondo)

ESTRUCTURA DE LAS SESIONES

• Magistral: 2 h

• Prácticas de laboratorio: 6 h

CONTENIDOS

Temario teórico-práctico

• Tema 1. Introducción al análisis sensorial

• Tema 2. Ensayos discriminantes

• Tema 3. Análisis descriptivo

• Tema 4. Ensayos hedónicos

RESULTADOS DE APRENDIZAJE

• Identificar los factores de influencia psicológica y del entorno en las percepciones sensoriales.

• Establecer los métodos de análisis sensorial más apropiados en función de objetivos.

• Diseñar, realizar e interpretar pruebas hedónicas, discriminantes y descriptivas en alimentos.

MÓDULO: TÉCNICAS DE BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR APLICADAS AL ANÁLISIS DE INTERACCIÓN PROTÉICA (Profesores: Gontzal García del Caño e Imanol González)

ESTRUCTURA DE LAS SESIONES

• Magistral: 3 h

• Prácticas de laboratorio: 5 h

• Prácticas de ordenador: 4 h

CONTENIDOS

Temario teórico

• Tema 1: Sistemas celulares para la expresión de proteínas recombinantes.

• Tema 2: Técnicas básicas de clonaje y mutagénesis dirigida.

• Tema 3: Análisis de interacción proteica. Técnicas microscópicas y bioquímicas.

Temario práctico

Se trabaja un experimento entre los siguientes:

• Co-inmunoprecipitación y Western Blot.

• Western Blot semicuantitativo.

• Clonaje y mutagénesis mediante PCR, restricción y ligación.

Prácticas de ordenador

• Cuantificación digital de señales de Western blot y de inmunofluorescencia para valoración de interacción proteína-proteína.

COMPETENCIAS Y RESULTADOS DEL APRENDIZAJE

Competencias específicas

• Adquirir conocimientos teórico-prácticos de las herramientas básicas para el estudio de interacción entre proteínas, tanto in vitro como en líneas celulares o tejidos.

Resultados del aprendizaje

• Capacitación para diferenciar entre los diferentes tipos de vectores y seleccionar los más adecuados para cada aplicación específica (expresión procariota/eucariota o clonaje).

• Capacitación para interpretar experimentos bioquímicos, de co-expresión en sistemas celulares y de co-precipitación encaminados al estudio de la interacción proteica.

Competencias transversales

• Adquirir criterios de rigor científico.

Bibliografía

Materiales de uso obligatorio

Mascarilla



Bata de laboratorio



Calculadora

Bibliografía básica

- Fundamentos de las Técnicas de Biología Molecular (2006). D. Tagu y C. Moussard (Ed. Acribia)

- Molecular Cloning : A Laboratory Manual 3rd Ed. (2001)

- Current Protocols in Molecular Biology (2005)

- AENOR. 2010. Análisis sensorial. Recopilación de normas UNE. Editorial AENOR, Madrid.

Bibliografía de profundización

• Alberts B. et al. (2010). Biología molecular de la célula. Ed. Omega 5ª ed.



• Kromidas S. “More practical problem solving in HPLC”. Wiley, Weinheim (2005).



• Lawless H.T. and Heymann H. (2010). “Sensory evaluation of food. Principles and practices”. Chapman & Hall, New York, US. (Second Edition).



• Maniatis T, Fritsch EF, Sambrook J. (2008) "Molecular Cloning: a laboratory manual". Ed. Cold Spring Harbor Laboratory.



• Meyer V.R. (2004). “Practical high-performance liquid chromatography”. Wiley, Chichester



• Nollet L.M.L. “Food analysis by HPLC, 2nd Edition”. Marcel Dekker, New York (2000).



• Stryer, L. et al., Bioquímica. 5ª ed. (2003).



• Tagu D y Moussard C. (2006). “Fundamentos de las Técnicas de Biología Molecular”. Ed. Acribia.

Revistas

• Food Quality and Preference



• Journal Sensory Studies



• Journal of Chromatography: A



• Journal of Chromatography: B

Enlaces

• http://biomodel.uah.es/c_enlaces/inicio.htm



• http://www.ujaen.es/dep/bioexp/Paginas web.htm



• http://www.aepas.es